Le travail est basé sur les deux articles suivants :

- Maladie des taches noires ; Pests and Diseases of American Samoa Number 10, American Samoa Community College Community & Natural Resources Cooperative Research & Extension. 2004
- Le sigatoka noir, un fil conducteur de plus en plus important pour la culture des bananes ; Douglas H. Marín, Del Monte Fresh Produce ; Ronald A. Romero, Chiquita Brands ; Mauricio Guzmán, National Banana Corporation of Costa Rica ; Turner B. Sutton, North Carolina State University, Raleigh

La striure noire des feuilles (BLS), ou "Sigatoka noir", est la maladie foliaire la plus dommageable pour les bananiers dans le monde entier. La plupart des régions tropicales et subtropicales sont touchées, avec des pertes signalées de 30 à 50%. Le premier cas de BLS dans le Pacifique a été signalé il y a 40 ans dans la vallée de Sigatoka, à Fidji. La plupart des fongicides utilisés dans la production de bananes servent à lutter contre le BLS. La banane 'Williams' de type Cavendish, cultivée par la plupart des producteurs commerciaux, est très sensible à cette maladie fongique. Les plantes infectées ont moins de feuilles, ce qui se traduit par des fruits moins nombreux et plus petits, une récolte retardée, un mûrissement prématuré et des fruits de moindre qualité.

Impact potentiel

Le sigatoka noir provoque la destruction des tissus des feuilles de bananier, ce qui affecte les capacités photosynthétiques de la plante et peut réduire les rendements jusqu'à 50%. Le sigatoka noir est l'un des principaux facteurs responsables du déclin des exportations de bananes dans les pays du Pacifique Sud. Les plantations commerciales produisant des bananes pour l'exportation doivent maintenir un programme coûteux de pulvérisation de fongicides pour lutter contre le sigatoka noir, et ont été critiquées pour des raisons environnementales et de santé humaine. Cependant, s'ils ne sont pas contrôlés, les fruits produits sur des plantes malades peuvent mûrir prématurément pendant le transport et causer des pertes supplémentaires. Les ravages de la maladie ont été contrôlés par des pulvérisations chimiques les années suivantes (15-17 applications de fongicides), mais cela a considérablement augmenté le coût de production.

Plantes affectées

Les symptômes définitifs du sigatoka noir n'ont été observés que sur Musa (Bananes), Musa paradisiaca (Plantains), Musa acuminata (banane sauvage) et Musa acuminata (subsp. bantesii et subsp. zebrina). Les cultivars diffèrent dans leur réaction au pathogène. L'immunité n'est pas connue et il est possible que d'autres espèces et sous-espèces sauvages de Musa sont infectés, mais la maladie ne se développe pas de manière significative. Mycosphaerella fijiensis peut également s'attaquer aux jeunes plants de bananes sauvages.

Saison d'apparition

Les spores du sigatoka noir se forment facilement pendant les étés tropicaux et subtropicaux ou dans des conditions d'humidité élevée. humidité et précipitations élevéessurtout s'il y a une pellicule d'eau libre sur les feuilles. Le principal moyen de dissémination est la pluie ou les éclaboussures de spores, mais plus tard dans le développement de la maladie, les spores sont également rejetées de force dans les courants d'air. L'infection se produit sur les feuilles les plus jeunes de la plante pendant et immédiatement après le déploiement, mais les feuilles plus âgées sont plus propices au développement de la maladie. Les symptômes visuels évidents apparaissent environ 15-20 jours après l'infection initiale.

Symptômes

Les premiers symptômes apparents de l'infection des feuilles sont de courtes lignes brun-rouge d'environ 2 mm de long. Ces lignes se transforment en stries brunes de 20 à 30 mm de long qui s'élargissent en taches elliptiques, brunes sur la face inférieure de la feuille, noires sur la face supérieure. Les taches sont légèrement enfoncées et entourées d'un halo jaunâtre. Ensuite, le centre de la grande tache devient gris, bordé d'une ligne noire et d'un halo jaune. Enfin, les taches fusionnent, tuant la feuille.

Épidémiologie

Les conidies et les ascospores jouent toutes deux un rôle dans la propagation de la maladie. Les conidies se forment dans des conditions d'humidité élevéesurtout s'il y a une pellicule d'eau libre sur les feuilles. Elles se forment pendant le développement des premiers stades de la maladie (en particulier pendant les stades 2, 3 et 4). Les principaux moyens de dispersion sont la pluie et les éclaboussures ; les conidies ne sont pas détachées par le vent. Les conidies sont associées principalement à la dissémination locale de la maladie et sont importantes pendant les périodes de forte humidité, de fortes rosées fréquentes et d'averses intermittentes.

Parce que M. fijiensis produit relativement peu de conidies, les ascospores sont considérées comme plus importantes dans la dissémination du Sigatoka noir (4,20). Cependant, Jacome et al. (10) affirment que les conidies sont capables de provoquer des quantités significatives de maladie, et que les symptômes de la maladie sont identiques à ceux provoqués par l'infection par les ascospores. Il a indiqué que les conidies deviennent plus importantes pendant les périodes sèches lorsque le développement de la maladie est retardé en raison de la présence de conditions climatiques moins favorables (10). Les ascospores sont le principal moyen de la dispersion sur de plus longues distances à l'intérieur des plantations et dans de nouvelles zones, et constituent le mode de propagation habituel pendant les périodes prolongées de temps humide (3,4,6,10, 11,15).

Les ascospores sont produites dans des pseudothèces dans des lésions matures, qui sont communes sur les feuilles plus âgées de la plante ou sur des feuilles mortes gisant sur le sol. Meredith et Lawrence (14) signalent que les pseudothèces sont produits sur les deux faces de la feuille, mais qu'ils sont plus nombreux sur la face adaxiale. A l'inverse, Gauhl et al. (6) ont trouvé que plus de pseudothèces et d'ascospores étaient produits sur la surface abaxiale de la feuille. Bien que Burt et al. (2) aient trouvé qu'environ 4,5 ascospores sont libérées par pseudothèce, ce nombre semble très faible si l'on considère la forte concentration d'inoculum présente dans l'air après la pluie (4).

Libération d'ascospores

Nécessite la présence de une pellicule d'eau provenant de la pluie ou de la rosée qui imprègne les pseudothèces et entraîne l'éjection forcée des ascospores à travers la couche limite de la feuille, où elles sont disséminées par les courants d'air (15,20). La maturation des pseudothèces nécessite une saturation des tissus foliaires morts pendant environ 48 h (3,4,7,10,11,15). Dans les conditions hawaïennes, les concentrations d'ascospores augmentent pendant la nuit, atteignent leur maximum vers 0600 h et diminuent de manière significative pendant la journée. Les jours de pluie, les concentrations maximales se produisaient peu après le début de la pluie. Les augmentations saisonnières des concentrations moyennes journalières d'ascospores sont associées à une augmentation des précipitations et de l'humidité relative (15). Gauhl (4), travaillant sur des bananiers, a rapporté des résultats similaires dans les conditions du Costa Rica. Alors que Meredith et al. (15) n'ont pas trouvé de preuves que la production ou la libération d'ascospores était affectée par les températures minimales, Gauhl (4) a déterminé qu'il y avait une réduction de la production d'inoculum pendant les mois les plus secs (ou les moins pluvieux) de l'année dans la zone caraïbe du Costa Rica, qui est aussi la saison où les températures sont les plus basses. Les ascospores sont dispersées par le vent ; cependant, la dispersion sur de longues distances est limitée à quelques centaines de kilomètres en raison de leur sensibilité aux rayons ultraviolets (17). Il n'a pas été démontré de relation cohérente entre la libération des ascospores et le développement de la maladie, ce qui limite l'utilité du piégeage des spores pour la prévision de la maladie (5,11). Les ascospores se déposent principalement sur la surface inférieure de la feuille pendant le déploiement d'une nouvelle feuille, produisant une bande d'infections sur le côté qui est exposé en premier, ce qui reflète le dépôt accru de spores sur la feuille cylindrique de la candela pendant son déploiement par rapport à l'ensemble de la lamelle ouverte de la feuille. Par conséquent, la plupart des infections se produisent sur la surface abaxiale des feuilles (3,7).

Infection

Les tubes germinatifs mettent environ 48 à 72 heures pour pénétrer les stomates (1,20), bien que le champignon puisse se développer de manière épiphyte à la surface des feuilles pendant 6 jours avant de pénétrer réellement dans les feuilles (1). Infection réussie est encouragée par des les périodes de forte humidité et la présence d'eau libre sur les feuilles (3,7,13). La germination est maximale en présence d'eau libre. Les conidies germent dans une gamme plus large d'humidité relative (92 à 100%) que les ascospores (98 à 100%). L'effet de l'humidité température sur la germination peut être caractérisée par une fonction de réponse quadratique, avec un optimum estimé à 26,5°C (10). Stover (21) a observé une croissance maximale des tubes germinatifs d'ascospores à 26 à 28°C après 24 heures d'incubation. Jacome et Schuh (8,9) ont signalé que les feuilles plus âgées étaient plus sensibles ; cependant, E. Bureau (communication personnelle) et Romero (18) ont observé que les feuilles plus jeunes sont plus sensibles (de la première à la troisième) que les feuilles plus âgées.

Période d'incubation

Le délai entre l'infection et l'apparition des symptômes varie en fonction des conditions climatiques et de la sensibilité de la plante (68). Chez le bananier, on estime que le moment de l'infection des feuilles coïncide avec l'émergence d'une nouvelle feuille à partir de l'apex du pseudo-tronc (20). Dans des conditions très favorables au Costa Rica, et avec un hôte sensible, le période d'incubation peut être aussi courte que 13 à 14 jours, alors que pendant les périodes de climat défavorable, la durée de la période d'incubation peut s'étendre jusqu'à 35 jours. Des rapports similaires existent au Nigéria sur les bananes plantains (16). Pendant la saison des pluies, la période d'incubation était de 14 jours, mais pendant la saison sèche, elle était de 24 jours. La durée de la période d'incubation varie également en fonction de la sensibilité du cultivar à M. fijiensis. La période d'incubation était respectivement de 26,2 et 25,1 jours chez les cultivars FHIA 1 et FHIA 2, deux hybrides synthétiques tétraploïdes développés par la FHIA, contre 22,4 jours chez le cultivar sensible Grande Naine (19).

Après avoir pénétré dans la feuille, les hyphes de l'espèce <M. fijiensis colonisent les cellules adjacentes pendant environ 7 jours sans qu'il n'y ait de signe de perturbation des cellules. Les hyphes végétatifs peuvent émerger des stomates et se développer à la surface de la feuille et pénétrer dans les stomates adjacents ou produire des conidiophores et des conidies. Cette croissance épiphyte permet au champignon de coloniser les tissus foliaires adjacents, ce qui entraîne un développement rapide des symptômes (4,20). M. fijiensis a une plus grande capacité à pénétrer plusieurs stomates que le M. musicolace qui se traduit par des taches plus importantes qu'avec le premier pathogène (20).

Période de latence

Bien que des conidies puissent être produites dans des lésions présentant des symptômes précoces du M. fijiensis Pour que les champignons puissent se développer et contribuer à l'épidémie, la période de latence est définie par le moment où le champignon commence à produire des lésions avec des pseudothèces et des ascospores matures, qui sont la principale source d'inoculum. Comme la période d'incubation, la période de latence varie également en fonction des conditions météorologiques, de la sensibilité de l'hôte et de l'intensité des infections. La période de latence varie de 25 jours pendant la saison des pluies (juin à décembre) à 70 jours pendant la saison sèche à Guapiles, au Costa Rica. Lorsque les conditions météorologiques sont très favorables à la décharge des ascospores et à l'infection, de nombreuses infections se produisent sur les feuilles. Lorsque les infections sont denses, elles fusionnent rapidement à un stade de développement très précoce, accélérant l'apparition de taches matures caractérisées par la présence de pseudothèces et d'ascospores (22). Dans ces conditions, les feuilles sont rapidement et sévèrement endommagées. La période de latence varie également en fonction du niveau de résistance. Par exemple, le temps écoulé entre l'émergence des feuilles et le premier symptôme de tache mature dans les mêmes conditions naturelles pour le cultivar Curraré, une banane à cuire appartenant au sous-groupe plantain, était de 44 jours contre 34 jours pour le cultivar Valery, une banane appartenant au sous-groupe Cavendish (4). Le terme "temps de développement de la maladie" est largement utilisé dans la littérature sur la banane sous les tropiques pour désigner la période de latence, et il est défini comme le temps écoulé entre l'infection et la formation de taches matures. Un autre terme couramment utilisé dans la littérature sur la banane est "le temps d'évolution des symptômes" ou "la période de transition", qui correspond au temps écoulé entre les premiers symptômes et l'apparition des taches matures (6). Le temps d'évolution des symptômes donne une bonne indication de la vitesse à laquelle la maladie progresse sur les feuilles.

La littérature :

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